条信息

Aritcle类型:研究文章

引用:Aggarwal S, Gauthier T, Alila H, Leuschner C, Karki N, et al.(2015)靶向促卵泡激素溶解肽偶联物在前列腺癌(PC-3)异种移植小鼠模型中的抗肿瘤作用。Int J Cancer Res Mol Mech 1(4): doi http://dx.doi.org/10.16966/2381-3318.115

版权:©2015 Aggarwal S等。这是一篇开放获取的文章，在知识共享署名许可协议的条款下发布，该协议允许在任何媒体上无限制地使用、发布和复制，前提是注明原作者和来源。

出版的历史:

收到日期：2015年10月19日

接受日期:2015年11月6日

发表日期:2015年11月11日

摘要

在裸鼠模型中，膜裂解肽与绒毛膜促性腺激素(CG)或黄体生成素释放激素(LHRH)的β链的15个氨基酸片段结合并破坏异种癌细胞。促滤泡激素受体(follicalstimulating hormone receptor, FSHR)已在多种癌症的肿瘤新血管内皮细胞和前列腺癌和卵巢癌的肿瘤组织中检测到。在本研究中，我们将一个裂解肽(Phor18)分别与与FSHR结合的FSH β链的三个片段结合，并测试这些结合物(FSH)_{90 - 95}-第18章，FSH_{81 - 95}-Phor18和FSH_33-53-我们发现静脉注射FSH90-95-Phor18、FSH81-95-Phor18和FSH_33-53-Phor18显著(p<0.05)抑制裸鼠前列腺癌(PC-3)的生长。FSH81-95-Phor18最小有效剂量为0.1 mg/kg, FSH最小有效剂量为1 mg/kg_{90 - 95}-Phor18和FSH_33-53-Phor18。剖检肿瘤切片免疫组化分析显示，对照组小鼠血管内皮细胞FSHR表达密集，FSH处理小鼠肿瘤细胞FSHR表达减少_{90 - 95}-第18章，FSH_{81 - 95}-18或FSH_33-53-Phor18。FSH81- 95-Phor18在三种偶联物中具有最强的抗血管生成活性。这些数据表明，结合FSH β链段的溶解肽结合FSHR，能够靶向并破坏表达FSH受体的内皮细胞，从而抑制前列腺细胞肿瘤的生长。

关键字

前列腺癌;促卵泡激素(FSH);促卵泡激素受体(FSHR);裂解肽;血管内皮细胞;肿瘤生长抑制;抗血管生成

介绍

除了非黑色素瘤皮肤癌，前列腺癌是所有种族男性中最常见的癌症。在美国，前列腺癌是男性癌症死亡的第二大原因，发病率和死亡率高[1]。癌症统计数据估计，2015年新增前列腺癌病例为220,800例，男性死亡27,540例。虽然目前使用的化疗药物在降低前列腺癌的死亡率和发病率方面是有效的;但疾病进展是不可避免的[3-6]。与癌症治疗相关的一个主要问题是剂量限制毒性，它限制了系统管理的化疗药物的剂量，而不是专门针对癌细胞。这些事实促使人们尝试开发更有效的药物，能够专门针对癌细胞。人们普遍认为黄体生成素/人绒毛膜促性腺激素(LH/hCG)和LHRH受体在各种肿瘤细胞中高表达。在过去的几年里，我们实验室已经检测了几种针对前列腺、乳腺、卵巢、胰腺和睾丸癌细胞表达的LH/hCG和LHRH受体的溶解肽药物偶联物[7,8]。

在这些药物中有一类膜破坏肽[9,10]，它们在自然界中大量存在。肿瘤细胞对这些破膜肽的敏感性是正常细胞[11]的50倍，这表明它们在消灭各种癌症方面是有用的。在先前的报道中,我们表明,共轭的膜破坏裂解肽与促黄体激素释放激素(LHRH)或15-amino酸β链的部分标准的目标并摧毁人类前列腺癌细胞,乳腺癌细胞,卵巢癌细胞和胰腺癌细胞在肿瘤轴承裸体小鼠(12、13)。Esperance制药公司开发了一种靶向膜破坏肽结合物的LHRH受体EP-100，并完成了2期临床研究[14]。

与黄体生成素一样，卵泡刺激素(FSH)是哺乳动物生殖过程中一种关键的促性腺激素。FSH主要产生于垂体前叶，靶器官为卵巢和睾丸。FSH是一种由普通α亚基非共价结合β亚基组成的异源二聚体。哺乳动物FSH的β亚基都有111个氨基酸。FSH受体是一种糖基化跨膜蛋白，与FSH结合，属于g蛋白偶联受体家族。在成人和动物中，FSH受体仅在睾丸支持细胞和卵巢颗粒细胞中表达[15,16]，在卵巢内皮细胞[17]和睾丸[18]中表达水平较低。最近，有报道称FSH受体在许多人类肿瘤的血管内皮细胞中表达，包括前列腺癌[19]。既往有两项研究通过免疫组化检测证实了前列腺腺癌中FSH受体的存在[20,21]。FSH在人类前列腺癌中作为前列腺外延标志物的作用是重要的。因此，这些结果提示FSH受体及其配体FSH可能在前列腺癌发生[22]中发挥重要作用。

鉴于这些最近的报道和我们实验室早期的发现，显示了裂解肽缀合物在抑制肿瘤进展方面的有效性，我们设想，与FSH结合裂解肽缀合物的开发可能是靶向和破坏人类前列腺癌细胞的有效方法。到目前为止，已经合成了许多裂解肽缀合物，并对其活性进行了测试[8,13]。Phor18是一种膜裂解肽，由埃斯佩兰斯制药公司开发，通过将Phor18与LHRH (EP-100)结合来靶向癌症中的LHRH受体。76例患者已成功静脉注射EP-100，并证明活性和安全性[23]。在本研究中，我们合成了Phor18的生物偶联物，分别与已知与FSH受体结合的FSH β链的三个片段结合。FSH β链的三个片段分别为6个氨基酸(90-95)、15个氨基酸(81-95)和21个氨基酸(33-53)，形成3个偶联FSH_{90 - 95}-第18章，FSH_{81 - 95}-Phor18和FSH_33-53-Phor18。随后，我们评估了这三种结合物靶向和溶解前列腺癌异种移植物的能力，并评估了它们对肿瘤生长和新生血管的影响。

全面了解该分子的特征，包括其在动物模型中对前列腺转移的破坏，对于FSH-18作为一种新的治疗选择的进一步发展是重要的。

材料和方法

促卵泡素裂解肽结合物的合成

β-FSH结合片段与裂解肽（phor18）结合；氨基酸，90-95（Asp-Ser-Thr Asp-Cys-Thr）；氨基酸，81-95（Gln-Cys-His-Cys-Gly-Lys-Cys-Asp-Ser-Thr-Asp-CysThr）；氨基酸，33-53（Tyr-Thr-Arg-Asp-Leu-Val-Tyr-Lys-Asp-ProAla-Arg-Pro-Lys-Ile-Gln-Lys-Thr-Cys-Thr-Phe）。所有的肽都是在蛋白质自动合成仪上使用标准的芴甲基羰基（Fmoc）固相化学合成的。简言之，使用4.85当量的2-（6-氯-1H-苯并三唑-1-基）-1,1,3,3-四甲基胺六氟磷酸盐（HCTU）、10当量的4-甲基吗啉（NMM）和5当量的Fmoc氨基酸在预载Wang树脂上合成每种共轭物。允许联轴节进行20分钟，然后进行1-甲基-2-吡咯烷酮（NMP）冲洗（5次，30秒）。在NMP中使用20%哌啶溶液（2.5分钟）去除Fmoc，然后进行NMP冲洗（5倍，30秒）。用95%三氟乙酸、2.5%水和2.5%三异丙基硅烷从树脂和侧链上同时切割肽。在肽中存在含硫醇的氨基酸的情况下，将裂解混合物改性为包括94%三氟乙酸、2.5%水、2.5%乙二硫醇和1%三异丙基硅烷。利用Waters prep LC控制器和2489 UV/Vis检测器，通过预处理规模HPLC纯化肽。在AAPPTEC酒精肽120 C18柱（5µm，21.2×250mm）和酒精肽保护柱（21.2×10mm）上进行分离。将溶剂A（水中0.1%TFA）和B（乙腈中0.1%TFA）在50分钟内以5%B至55%B的梯度混合。流速为20ml/min，检测波长为215nm。通过在配备AAPPTEC精肽120 C18柱（5µm，4.6×250mm）和精肽保护柱（3.2×10mm）的水分析HPLC上获得的单峰检查每种FSHlytic肽的纯度。溶剂和梯度与制备HPLC中使用的相同。分析HPLC中每个峰的MALDI Tof质谱验证了每个肽的特性。三种结合物的纯度均>95%。

细胞培养

人前列腺癌细胞(PC-3)取自美国型培养收集(ATCC) VA，按照ATCC方案培养。PC-3细胞在添加10%胎牛血清(FBS)、100单位/ml青霉素和100µg/ml链霉素(Invitrogen, CA，美国)的Dulbecco修饰Eagle培养基(DMEM)中培养。

FSH受体抗体(FSHR)

FSH受体(323)单克隆抗体由法国INSERM Dr. Ghinea提供。

在裸鼠模型中皮下植入PC-3细胞：

道德:这些调查中使用的所有动物均按照《实验动物护理和使用指南》（国家研究委员会，1996年）和美国农业部指南（动物福利法；公法99-198）进行处理。实验方案由Pennington生物医学研究中心的机构动物护理和使用委员会审查和批准。雄性裸鼠（无胸腺Balb/c，nu/nu，5周龄）取自马萨诸塞州威尔明顿市查尔斯河实验室，将其置于标准的小鼠德赢vwin首页网址有机玻璃笼中，在12小时的光照和黑暗循环下保持恒定的温度和湿度。动物被随意用水喂养辐照颗粒食物（PicoLab啮齿动物饮食20，Ren's Feed and Suppliers Ltd.，Oakville，ON）。

PC-3细胞的皮下植入:PC-3细胞在短暂接触0.25%胰蛋白酶和0.2% EDTA后从亚融合培养中获得。添加含10%胎牛血清的培养基终止胰蛋白酶作用。细胞在无血清培养基中洗涤一次，用PBS重悬。仅使用>90%活力的单细胞悬液进行注射。PC-3细胞(1 × 10⁶)在100µL悬浮在Matrigel（0.1 ml）中的PBS中（合作生物医学产品Becton Dickinson Labware，Bedford，MA），使用27号针将其皮下注射到肩胛骨间区域。在肿瘤细胞植入后的第21天，荷瘤小鼠在100-200mm之间^3.，随机分为以下治疗组(n=8);车辆控制;FSH_{90 - 95}肽(1 mg/kg)、FSH81-95肽(1 mg/kg)、FSH_33-53肽(1 mg/kg)， FSH_{90 - 95}-Phor18 (0.1 mg/kg, 1 mg/kg)， FSH_{81 - 95}- Phor18 (0.1 mg/kg, 1 mg/kg)和FSH_33-53-Phor18 (0.1 mg/kg和1 mg/kg)处理。肽和肽结合物溶解在USP生理盐水中，并进一步用生理盐水稀释，以达到1 mg/kg (0.2 mg/ml)剂量和0.1 mg/kg (0.02 mg/ml)剂量的剂量浓度。尾静脉注射100µL，每周2次，共5次。车辆治疗组接受等量的USP生理盐水。每周用卡尺测量肿瘤体积2次，每周测量小鼠体重1次。肿瘤体积计算公式:V (mm^3.) =(长×宽²)/其中宽度是以毫米为单位的最短测量值。在最后一次治疗后的第36天对小鼠进行尸检^th．在尸检时，对肿瘤进行解剖、称重、拍照，并浸泡在5%中性缓冲福尔马林中固定部分。将组织标本加工成石蜡块，切割5 μm切片进行进一步研究。

免疫组织化学

对裸鼠异种移植瘤组织切片进行FSH受体免疫过氧化物酶染色。切片用二甲苯脱脂(3次，每次10分钟)，通过增加乙醇浓度(30%，50%，70%，95%和99.7-100%)再水合，然后进行抗原回收步骤。在这个过程中，玻片被放置在煮沸的0.01 M柠檬酸钠中，并在室温下再静置35分钟以揭示抗原表位。然后用磷酸盐缓冲盐水(PBS)冲洗玻片2次，每次5分钟。内源性过氧化物酶活性用1% (v/v)过氧化氢在甲醇中浸泡20分钟而失活。用PBS洗涤两次，每次5分钟。随后，切片在湿室中封闭60分钟，使用封闭溶液，包括1%正常马血清(vecastain Universal Elite ABC kit, Vector Laboratories, CA, USA)，稀释在PBS和20% (v/v)的avidin溶液(avidin /Biotin封闭试剂盒;媒介实验室，CA，美国)。PBS冲洗(3次，每次10分钟)后，用FSH受体(323)单克隆抗体稀释1:50在4℃湿化室中孵育过夜。将一抗稀释在20% (v/v)生物素溶液的PBS中(Avidin/ biotin blocking kit;美国CA媒介实验室)。 The negative control sections were treated in the same manner with PBS and biotin mixture in an absence of primary antibodies. After, the slides were washed thoroughly with PBS (3 times for 10 min.) and incubated for 30 min. with the secondary antibody (Biotinylated anti-mouse IgG Vector Laboratories, CA, USA). After another rinse for 10 min., the avidin–biotin complex solution (Vectastain Universal Elite ABC kit, Vector Laboratories, CA, USA) was applied for 30 min. After incubation, slides were washed twice for 5 min each in PBS. Tissue sections were then incubated with NovaRED peroxidase substrate (NovaRED; Vector Laboratories, CA, USA). Slides were then counterstained with Hematoxylin (DAKO, USA) for 30 sec., and washed with distilled water and with descending ethanol concentrations (100%, 95%, 70%, 50%, and 30%) and soaked in xylene for 5 min. Slides were then mounted with a drop of clear mount (Electron Microscopy Sciences, USA). FSH receptors were stained as a red-brown color; negative controls showed no staining.

间接免疫荧光共聚焦显微镜

在裸鼠异种移植瘤组织切片中，对FSH受体和抗血管性血友病因子(一种血管内皮细胞的特异性标记物)进行双免疫过氧化物酶染色。标本的制备如上所述，包括抗原提取和阻断。用稀释1:50的FSH受体(323)单克隆抗体和稀释1:50的血管内皮细胞特异性标记物rabbit polyclonal antivon Willebrand factor (AbCam, USA)在4℃的湿化室中培养过夜。阴性对照切片在没有一抗的情况下，用PBS和生物素混合物同样处理。然后用PBS彻底冲洗玻片(3次10分钟)，并与山羊抗兔Alexa 594 (Molecular Probes，美国)和山羊抗小鼠Alexa 488 (Molecular Probes，美国)二抗的混合物孵育1小时。在同一实验中，用Hoechst染色法(Sigma，美国)孵育玻片15分钟检测细胞核。载玻片用透明支架安装(美国电镜科学公司)。用徕卡蔡司共聚焦激光扫描显微镜在63X的条件下，水浸拍摄。

统计分析

除非另有说明，否则所有结果均以平均值±S.E.表示。通过Student t检验评估统计显著性，或采用单向方差分析同时比较两组或更多组的平均值，p<0.05被认为具有统计显著性。

结果

三种结合物FSH的合成_{90 - 95}-第18章，FSH_{81 - 95}- Phor18和FSH_33-53-Phor18实现

质谱如图1(A-C)所示。质谱上得到了FSHPhor18的每个共轭物的纯度。三种结合物的纯度为>95%。

FSH-Phor18结合物抑制裸鼠前列腺癌细胞异种移植瘤的生长

体内实验的结果如图2(A-C)和图3(A-C)所示。实验中，三种FSH-Phor18偶联物各0.1 mg/kg和1 mg/kg的剂量对裸鼠PC-3异种移植瘤的生长抑制能力进行了测试。数据表明注射FSH_{90 - 95}-Phor18和FSH_{81 - 95}-Phor18显著(P<0.05)抑制前列腺癌细胞在体内的生长，通过测量肿瘤重量图2(A-C)和尸检肿瘤体积图3 (A-C)，与载体组比较。FSH的有效剂量_{90 - 95}-FOR18为1 mg/kg体重，而FSH的有效剂量为1 mg/kg体重_{81 - 95}-Phor18为0.1 mg/kg。FSH的_35-53-Phor18偶联物在1 mg/kg剂量下使尸检时的肿瘤体积显著减少，但与对照组相比，肿瘤重量的减少没有统计学意义。单独给药和对照组相比，FSH的β链没有一个片段对肿瘤重量或体积有任何影响。

治疗期间肿瘤体积变化

为了进一步研究溶解肽结合物对前列腺肿瘤发展的影响，我们每周两次测量肿瘤体积。如图4 (a - c)所示，载药小鼠移植前列腺肿瘤后，肿瘤体积随时间增加。FSH_{90 - 95}-第18章，FSH_{81 - 95}-Phor18和FSH_33-53-Phor18从第25天起，在1 mg/kg剂量下，与对照组和每个fsh肽片段治疗组相比，肿瘤生长显著减少。FSH-Phor18治疗组未见不良反应，肝肾功能检测未见变化(数据未显示)。尸检时，处理组和处理组小鼠体重无显著差异(图4(E-F))。

FSH-Phor18偶联降低移植人前列腺癌细胞小鼠肿瘤新生血管中FSHR的表达

接下来我们研究了FSH-Phor18结合物是否减少肿瘤新生血管上的FSH受体。为了检验这一点，使用抗FSH受体单克隆抗体（323）对石蜡包埋的组织切片进行免疫组织化学分析，然后使用红棕色过氧化物酶反应产物观察二级过氧化物酶偶联抗体。切片用血毒素素染色。与载体治疗的肿瘤相比（图5A），经FSH治疗的裸鼠肿瘤中存在较少的FSH受体阳性血管内皮细胞_{90 - 95}-第18页（图5B）FSH_{81 - 95}-Phor18(图5C)和FSH_33-53-Phor18(图5 d)。

染色血管用实箭头表示;未染色的血管用开放的箭头。无一抗的组织切片免疫组化未见染色(图A.补充资料)。

卵泡刺激素受体存在于异种前列腺肿瘤血管内皮细胞中

为了证实肿瘤新生血管上存在FSH受体，我们使用双重免疫荧光染色法对肿瘤异种移植物的石蜡包埋切片进行染色。我们使用针对FSH受体（绿色）和血管内皮细胞标记物（红色）的抗体对切片进行染色。FSH受体与血管性血友病因子共定位，如合并图像中的黄色荧光所示（图6；图D）。Hoechst染色的细胞核如图6；图A所示。这些结果清楚地显示了裸鼠前列腺异种移植瘤血管内皮细胞中存在FSH受体。阴性对照（图B.补充数据）。

讨论

当前研究的目的是合成膜的轭合物扰乱裂解肽(Phor18)和一个FSH的β链的三个部分(6 - 21个氨基酸)和测试这些配合中药的药效在减少肿瘤体积和重量中FSH受体阳性前列腺癌异种移植模型的对治疗后肿瘤新生血管的影响。本研究的显著发现是:1)给予卵泡刺激素_{90 - 95}-第18章，FSH_{81 - 95}-18和FSH_{33 - 53}-Phor18显著抑制前列腺癌细胞(PC-3)的生长和体积;2) FSH_{81 - 95}-Phor18在荷瘤裸鼠中被发现在低于FSH的剂量水平下能有效地减轻原发肿瘤的重量和体积_{90 - 95}-第18章，FSH_33-53-Phor18;3)本研究进一步证实了FSH受体存在于裸鼠前列腺肿瘤移植血管内皮细胞和肿瘤细胞中;4) FSH处理裸鼠肿瘤中FSH受体阳性血管内皮细胞较少_{81 - 95}-第18章，FSH_{90 - 95}-Phor18和FSH_33-53-Phor18在载体治疗小鼠肿瘤中的作用要大得多。这项研究首次证明了溶肽和卵泡刺激素结合物的发展，并测试了它们在体内破坏前列腺肿瘤细胞的有效性。这些结果清楚地显示了由膜裂解肽、Phor18和选定的FSH片段组成的偶联物抑制移植人前列腺肿瘤裸鼠的前列腺肿瘤生长的能力。FSH_{81 - 95}-Phor18是测试的三个FSH-Phor18缀合物中最有效的。

图1:A) FSH的MALDI-ToF质谱_33-53-Phor18;B) FSH_{81 - 95}-Phor18;C) fsh90 - 95 phor18

图2 (a - c):尸检肿瘤重量-数据代表平均值±s.e. (n=8)。剖检时，FSH明显降低肿瘤重量_{90 - 95}-Phor18和FSH_{81 - 95}-Phor18处理的小鼠与对照组比较。* p < 0.05。

图3 (a - c):尸体肿瘤体积-数据代表平均值±s.e. (n=8)。剖检时，FSH肿瘤体积明显减小_{90 - 95}-Phor18和FSH_{81 - 95}Phor18和FSH_33-53-Phor18处理的小鼠与对照组比较。
*p<0.05。

图4（A-C）：FSH-Phor18轭合物抑制人类前列腺癌的细胞在体内的生长可以完成在裸鼠肿瘤体积与生理盐水治疗(车辆控制),FSH 90 - 95(1毫克/公斤),fsh90 - 95 phor18(0.1毫克/公斤,1毫克/公斤),fsh81 - 95(1毫克/公斤),fsh81 - 95 phor18(0.1毫克/公斤,1毫克/公斤),和FSH33-53(1毫克/公斤)FSH33-53-Phor18(0.1毫克/公斤,1毫克/公斤)。数据以肿瘤体积的平均值±s.e.表示(n=8)。
4(E-F):经FSH-Phor18偶联物处理的动物体重-车辆处理和FSH-Phor18结合物处理的动物的体重没有显著差异。

图5:促卵泡激素(FSH)受体的表达在人类前列腺癌血管细胞异种移植治疗后与FSH-Phor18-Immunohistochemical分析进行石蜡包埋的部分人类前列腺癌细胞生长在裸体小鼠的使用anti-FSH-receptor单克隆抗体(323),其次是二次过氧化物酶偶联抗体，使用红褐色过氧化物酶反应产物进行可视化。切片用血氧苄啶染色。裸小鼠肿瘤中FSH受体阳性血管较少_{81 - 95}-第18章，FSH_{90 - 95}-Phor18和FSH_33-53-与溶媒处理小鼠的肿瘤相比（比较A组与B组、C组和D组）。FSH_{81 - 95}-Phor18似乎是测试的三个FSH-Phor18缀合物中最有效的。染色血管用实箭头表示;未染色的血管用开放的箭头。

图6:用双重免疫荧光法鉴定表达FSH受体的前列腺肿瘤细胞中的内皮细胞抗血管内皮细胞标记物von Wille brand factor的抗体，然后是红色标记的二级抗体（图C）与由二级绿色标记抗体确定的抗FSH受体抗体的信号重叠（图B）。两个抗体信号的合并显示在图D（黄色）中。Hoechst染色的细胞核显示在图a中。图片在63X处拍摄，孔径为1.2。

此外，我们的研究结果表明，这些偶联物的抗肿瘤作用是通过特异性结合前列腺肿瘤血管上表达的卵泡刺激素受体和肿瘤细胞上的卵泡刺激素受体介导的。我们的研究结果与先前的研究一致，即FSH受体选择性表达于包括前列腺癌在内的广泛人类肿瘤的血管表面[19-21]。

非肿瘤组织及其胸膜、肺、肝、骨和淋巴结的血管不表达FSHR[19]。一些标记物在肿瘤血管中优先表达(例如，前列腺特异性膜抗原，α)_vβ_3.-整合素，血管内皮生长因子及其受体)和新形成血管周围的细胞外基质(基质金属蛋白酶，robo4)[24]。然而，如前所述，靶向肿瘤新生血管和肿瘤细胞的FSHR可以增强FSH-Phor18杀死肿瘤的效力，并且可能比靶向其他已知标志物更有效，因为许多这些标志物(如整合素)不允许高度特异性靶向肿瘤[25]。最近有报道称，舒尼替尼治疗的原发性肾细胞癌患者的FSHR水平与转移性肿瘤的反应密切相关，舒尼替尼是一种抗血管生成受体酪氨酸激酶抑制剂，提示FSHR水平与转移程度直接相关[26,27]。我们目前的研究结果从临床角度来看意义重大，因为FSHR在大多数健康组织中缺失;因此，针对FSHR可以将抗癌药物对周围组织或器官的损害降到最低。裂解肽结合物的额外优点是它们不具有抗原性，因为它们体积小，代谢时副作用很小，如可能抑制男性精子发生和女性排卵[28]。我们研究的一个局限性是增加了动物生育的风险。然而，以前的研究表明，在使用靶向细胞毒性类似物LHRH[29]治疗后，垂体促性腺激素的功能在2周内完全恢复。此外，重组FSH治疗可恢复促性腺激素缺乏大鼠[30]的血清抑制素- b水平和部分精子发生。

目前的研究证明了FSHPhor18结合物通过靶向新生血管和肿瘤对原发性前列腺肿瘤的有效性。由于在本研究中使用的裂解肽是由靶向片段(βFSH)特异性结合的，我们认为我们的FSH-Phor18结合物不仅能破坏原发肿瘤，而且还能破坏转移性肿瘤。我们实验室之前的报告表明，与LH或hCG结合的裂解肽可以防止转移，这进一步强化了这一概念。尽管如此，研究这些偶联物在靶向转移性肿瘤方面是否同样有效将是一件有趣的事情，这些偶联物将总体上提高治疗小鼠的存活率，这可能是未来研究的重点。综上所述，这些结果表明FSH-Phor18结合物可能是治疗人类前列腺癌的新选择。

致谢：

我们感谢David Burk博士在荧光显微镜方面的帮助。潘宁顿生物医学研究中心的生物成像核心部分由COBRE (NIH P20-RR021945)和CNRU (NIH IP30-DK072476)和潘宁顿生物医学研究基金会支持。我们感谢法国INSERM的ghinea博士提供FSH受体(323)单克隆抗体。

这项工作得到了洛杉矶巴吞鲁日市埃斯佩兰斯制药公司的支持;以及Hansel/Downey研究基金会、Pennington生物医学研究基金会和路易斯安那州立大学洛杉矶分校。

工具书类

1. Jemal A, Siegel R, Xu J, Ward E(2010)癌症统计，2010。CA临床60期:277-300。［Ref。］
2. 《癌症统计》，2015。贲门癌J临床65:5-29。［Ref。］
3. Mezynski J, Pezaro C, Bianchini D, Zivi A, Sandhu S, et al. (2012) CYP17A1抑制剂abiraterone治疗后多西紫杉醇的抗肿瘤活性:交叉耐药的临床证据?安·昂科尔23:2943-2947。［Ref。］
4. Mita AC, Denis LJ, Rowinsky EK, Debono JS, Goetz AD, et al.(2009)一种新型紫杉烷XRP6258 (RPR 116258A)的I期和药动学研究，在晚期实体肿瘤患者中每3周输注1小时。临床癌症研究15:723-730。［Ref。］
5. Omlin A, Pezaro C, Gillessen Sommer S(2014)晚期前列腺癌多西紫杉醇化疗后新疗法的序次使用。她Adv Urol 6:3 -14。［Ref。］
6. Rathkopf DE，Morris MJ，Fox JJ，Danila DC，Slovin SF，et al.（2013）新型抗雄激素ARN-509治疗去势抵抗前列腺癌的第一阶段研究。临床肿瘤杂志31:3525-3530[Ref。］
7. Hansel W, Enright F, Leuschner C(2007)体外和体内的裂解肽结合物对乳腺癌及其转移的破坏。Mol Cell Endocrinol 260-262: 183-189。［Ref。］
8. Leuschner C, Hansel W(2005)通过激素受体靶向乳腺癌和前列腺癌。Biol repro73: 860-865。［Ref。］
9. Bodek G, Rahman NA, Zaleska M, Soliymani R, Lankinen H, et al.(2003)一种利用Hecate-CGbeta结合物通过黄体激素受体靶向消融乳腺癌细胞的新方法。乳腺癌治疗79:1-10。［Ref。］
10. Hansel W, Leuschner C, Gawrońska B, Enright F(2001)通过裂解肽betalh缀合物靶向破坏前列腺癌细胞和异种移植。再生生物学1:20 -32。［Ref。］
11. Johnstone SA，Gelmon K，Mayer LD，Hancock RE，Bally MB（2000）膜活性阳离子肽抗癌活性的体外表征。I.肽介导的细胞毒性和肽增强的阿霉素对野生型和p-糖蛋白过度表达的肿瘤细胞系的细胞毒性。抗癌药物Des 15:151-160[Ref。］
12. Aggarwal S, Ndinguri MW, Solipuram R, Wakamatsu N, Hammer RP, et al. (2011) [DLys(6)]- lhrh -姜黄素结合物抑制胰腺癌细胞体外和体内生长。国际癌症杂志129:1611-1623。［Ref。］
13. Hansel W, Leuschner C, Enright F(2007)结合裂解肽和LHRH或betaCG靶点，导致前列腺癌坏死和转移。分子细胞内分泌269:26-33。［Ref。］
14. Nick AM，Urban R，Gordinier ME，Leuschner C，Rado T，等。（2015）EP-100+紫杉醇在复发性LHRH受体表达卵巢癌患者中克服紫杉烷耐药性。临床肿瘤杂志33:5582。
15. Simoni M，Gromoll J，Nieschlag E（1997）促卵泡激素受体：生物化学，分子生物学，生理学和病理生理学。内分泌学版本18:739-773[Ref。］
16. Sprengel R，Braun T，Nikolics K，Segaloff DL，Seeburg PH（1990）卵泡刺激素睾丸受体：克隆cDNA的结构和功能表达。摩尔内分泌4:525-530[Ref。］
17. Vannier B, Loosfelt H, Meduri G, Pichon C, Milgrom E(1996)抗人FSH受体单克隆抗体:受体的免疫化学和免疫细胞化学特征。生物化学35:1358 - 1366。［Ref。］
18. Vu Hai MT .， Lescop P .， Loosfelt H .， Ghinea N .(2004)受体介导的促卵泡激素通过大鼠睾丸微血管的转运作用。生物细胞96:133-144。［Ref。］
19. Radu A, Pichon C, Camparo P, Antoine M, Allory Y, et al.(2010)肿瘤血管中促卵泡激素受体的表达。中国医学杂志363:1621-1630。［Ref。］
20. Ben Josef E，Yang SY，Ji TH，Bidart JM，Garde SV，et al.（1999）激素难治性前列腺癌细胞表达功能性促卵泡激素受体（FSHR）。J Urol 161:970-976。[Ref。］
21. Mariani S，Salvatori L，Basciani S，Arizzi M，Franco G，等。（2006）正常人前列腺、良性前列腺增生和前列腺癌中卵泡刺激素受体的表达和细胞定位。泌尿杂志175:2072-2077[Ref。］
22. Ide H, Terado Y, Sakamaki K, Inoue M, Nakajima A, et al.(2013)血清促卵泡激素水平与前列腺癌的前列腺外扩展有关。前列腺指数1:109-112。［Ref。］
23. Curtis KK, Sarantopoulos J, Northfelt DW, Weiss GJ, Barnhart KM，等(2014)新型lhrh受体靶向的细胞溶解肽，EP- 100:在晚期lhrh受体表达的实体肿瘤患者中的首次人I期研究。癌症化学药物73:931-941。［Ref。］
24. Stollman TH, Ruers TJ, Oyen WJ, Boerman OC(2009)用于血管新生放射成像的新型靶向探针。方法48:188 - 192。［Ref。］
25. Siraj MA，Pichon C，Radu A，Ghinea N（2012）原发性肾癌中的内皮卵泡刺激素受体与舒尼替尼的后续反应相关。J Cell Mol Med 16:2010-2016。[Ref。］
26. Boegehold MA(1998)循环中内皮功能的异质性。抗高血压药物7:71 -78。［Ref。］
27. Siraj A，Desestret V，Antoine M，Fromont G，Huerre M，等。（2013）肿瘤转移中血管内皮细胞促卵泡激素受体的表达。BMC癌症13:246[Ref。］
28. Jia L, Noker PE, Piazza GA, Leuschner C, Hansel W, et al. (2008) Phor21-betaCG(ala)的药代动力学和药效学。医药杂志60:1441-1448。［Ref。］
29. Kovacs M, Schally AV, Nagy A, Koppan M, Groot K(1997)靶向黄体激素释放激素的细胞毒性类似物治疗后垂体功能的恢复。美国国立大学学报94:1420-1425.29。［Ref。］
30. McLachlan RI, Wreford NG, de Kretser DM, Robertson DM(1995)重组促卵泡激素对促性腺激素释放激素免疫成年大鼠精子发生恢复的影响。内分泌学136:4035 - 4043。［Ref。］

请在此下载临时pdf